CARACTERIZAÇÃO BIOMOLECULAR DO MICROBIOMA BACTERIANO E FÚNGICO DA CONJUNTIVA OCULAR DE EQUINOS SAUDÁVEIS

Autores

  • André Vianna Martins UNIFESO
  • Yan Cesar Moreira UNIFESO
  • Lara Machado Sant'Ana UNIFESO
  • Natacha Giglio Pereira CEPOV - RJ
  • Jorge da Silva Pereira CEPOV - RJ

Palavras-chave:

Microbioma ocular, Diagnóstico molecular, Equinos

Resumo

O conhecimento do microbioma da conjuntiva ocular de equinos em condições normais é de extrema importância não só para a própria espécie pertencente ao microambiente estudado, mas também para se traçar estratégias de prevenção da dispersão desses microrganismos para ambientes não usuais, tais como dispersão interespécies ou interambiental. O objetivo deste estudo foi avaliar as espécies de bactérias e fungos que se encontram na conjuntiva ocular de equinos saudáveis, através do método de sequenciamento genético de nova geração (NGS). Foram selecionados 20 cavalos, de ambos os sexos e diferentes faixas etárias, isentos oftalmopatias. A identificação biomolecular das espécies bacterianas e fúngicas foi realizada por meio de sequenciamento genético 16S rRNA. Foram identificadas um total de 111 espécies de bactérias, pertencentes a 56 gêneros distintos, sendo que destes, os identificados com maior prevalência foram: Nicoletella sp. (69,880bp) e Brevibacterium sp. (23,097bp). A análise fúngica permitiu a identificação de 27 gêneros e dentre estes, os principais gêneros fúngicos identificados foram Aspergillus spp. e Penicillium spp. Estes resultados concordam, em grande parte, com a literatura existente. No conhecimento dos autores, este é o primeiro estudo que objetivou a caracterização biomolecular do microbioma ocular de equinos saudáveis no Estado do Rio de Janeiro.

Biografia do Autor

André Vianna Martins, UNIFESO

Graduação em Medicina Veterinária pela Universidade Federal Fluminense (1987), Mestrado em Medicina Veterinária (Patologia Veterinária) pela Universidade Federal Fluminense (1996) e Especialização (Imunodiagnóstico) pela Universidade do Grande Rio (1997). Doutorando em Microbiologia e Parasitologia Aplicadas pela Universidade Federal Fluminense. Desde 1987 é Médico Veterinário supervisor do Posto de Fomento e Centro de Treinamento da Associação de Criadores e Proprietários de Cavalo de Corrida do RJ - ACPCCRJ; além de responsável técnico pelo Laboratório deste estabelecimento, sendo habilitado pelo MAPA para diagnóstico de Anemia Infecciosa Equina até 2014. Desde 1987 é Médico Veterinário autônomo prestando assistência em Haras e Fazendas da região serrana do Estado do RJ. Desde 1988 é Professor dos Cursos de Graduação em Medicina, Enfermagem e a partir de 2003 do Curso de Graduação em Medicina Veterinária do Centro Universitário Serra dos Órgãos - UNIFESO; assumiu em 2010 a Coordenação do Curso de Graduação em Medicina Veterinária do Centro Universitário Serra dos Órgãos ? UNIFESO. Desde 1991 é Médico Veterinário da Assessoria de Zoonoses e Doenças Transmitidas por Vetores da Secretaria de Estado de Saúde e Defesa Civil do Rio de Janeiro, tendo sido Coordenador do Programa Estadual de Profilaxia da Raiva (1991 a 1997); Professor Adjunto na UNIGRANRIO, de 1997 a 2009, atuando nos Cursos de Graduação em Medicina, Enfermagem, Odontologia, Ciências Biológicas, Farmácia, Fisioterapia, Nutrição. Professor Substituto do Departamento de Microbiologia e Parasitologia no Instituto Biomédico da Universidade Federal Fluminense (1999 a 2002); Assessoria (membro titular da CECAIE-RJ desde 1997) no Serviço de Inspeção e Sanidade Agropecuária do Ministério da Agricultura Pecuária e Abastecimento/RJ; Assessor Regional (AR V) do CRMV-RJ; Membro Titular da Academia de Medicina Veterinária no Estado do Rio de Janeiro (AMVERJ); Membro da Comissão Estadual de Educação da Medicina Veterinária do CRMV-RJ. Membro titular do Conselho Consultivo do Parque Nacional Serra dos Órgãos - Teresópolis/RJ.Tem experiência na área de Tecnologia da Reprodução Animal, Parasitologia, Zoonoses, Saúde Pública e Sanidade Animal.

Referências

CAMACHO, C. et al. BLAST+: architecture and applications. BMC Bioinformatics, v. 10, n. 1, p. 421, dez. 2009.

CAPORASO, J. G. et al. Global patterns of 16S rRNA diversity at a depth of millions of sequences per sample. Proceedings of the National Academy of Sciences, v. 108, n. Supplement_1, p. 4516–4522, mar. 2011.

DESANTIS, T. Z. et al. Greengenes, a Chimera-Checked 16S rRNA Gene Database and Workbench Compatible with ARB. Applied and Environmental Microbiology, v. 72, n. 7, p. 5069–5072, jul. 2006.

HENDRIX, D. V. H. et al. Corneal stromal abscesses in the horse: a review of 24 cases. Equine Veterinary Journal, v. 27, n. 6, p. 440–447, 1995.

LASSALINE, M.; WILKIE, D. A. Clinical equine ophthalmology: The current state of the art. Equine Veterinary Journal, 2015.

LEIS, M. L.; COSTA, M. O. Initial description of the core ocular surface microbiome in dogs: Bacterial community diversity and composition in a defined canine population. Veterinary Ophthalmology, v. 22, n. 3, p. 337–344, maio 2019.

MCDERMOTT, A. M. Antimicrobial compounds in tears. Experimental Eye Research, v. 117, p. 53–61, dez. 2013.

MOORE, C. P. et al. Prevalence of ocular microorganisms in hospitalized and stabled horses. American Journal of Veterinary Research, v. 49, n. 6, p. 773–777, 1988.

MOREIRA, Y. C. et al. Biomolecular identification of pathogenic strains of Acinetobacter in the ocular conjunctiva of stabled healthy horses in the state of Rio De Janeiro, Brazil. (European College of Veterinary Ophthalmology, Ed.) In: Annual Scientific Meeting of the European College of Veterinary Ophthalmologists, Estoril, Portugal, May 18-21, 2017, Estoril. Anais... Estoril: John Wiley & Sons, 2017.

OZKAN, J.; WILLCOX, M. D. The Ocular Microbiome: Molecular Characterisation of a Unique and Low Microbial Environment. Current Eye Research, v. 0, n. 0, p. 1–10, 2019.

ROSA, M. et al. Fungal flora of normal eyes of healthy horses from the State of Rio de Janeiro, Brazil. Veterinary Ophthalmology, v. 6, n. 1, p. 51–55, 2003.

SCOTT, E. M. et al. Evaluation of the bacterial ocular surface microbiome in clinically normal horses before and after treatment with topical neomycin-polymyxin-bacitracin. PLOS ONE, v. 14, n. 4, p. e0214877, abr. 2019.

WANG, Y.; QIAN, P.-Y. Conservative Fragments in Bacterial 16S rRNA Genes and Primer Design for 16S Ribosomal DNA Amplicons in Metagenomic Studies. PLoS ONE, v. 4, n. 10, p. e7401, out. 2009.

WEESE, S. J. et al. The oral and conjunctival microbiotas in cats with and without feline immunodeficiency virus infection. Veterinary Research, v. 46, n. 1, p. 21, 2015.

Downloads

Publicado

2020-12-18

Edição

Seção

Artigos DACS